معلومة

كيف لا تفقد الخلايا (البحرية) البوتاسيوم؟


تحافظ الخلايا حقيقية النواة على تدرج الصوديوم والبوتاسيوم عبر غشاءها الخارجي. يبلغ تركيز أيونات البوتاسيوم حوالي 5 ملي مولار خارج الخلية. على الرغم من أن التدرج المحتمل يحافظ على معظم هذه الأيونات بالقرب من الغشاء ، ألا تنتشر بعض هذه الأيونات بعيدًا عن الخلية / الكائن الحي؟ على مدى فترات طويلة من الزمن ، ألا "تجف" الخلايا من البوتاسيوم؟ أعتقد أنه يمكن طرح نفس النوع من الأسئلة حول الفوسفات.


يشارك Gill Na + / K + -ATPase (NKA) في أسماك teleost في تنظيم الأيونات في كل من المياه العذبة ومياه البحر. لقد طورنا وتحققنا من صحة أجسام مضادة متعددة الأضداد للأرانب خاصة بـ NKA α1a و α1b بروتين الأشكال الإسوية لسمك السلمون الأطلسي (سالمو سالار Linnaeus) ، واستخدمت البقع الغربية والكيمياء المناعية لوصف حجمها ووفرة وتوطينها. الكتلة الجزيئية النسبية لـ NKA α1a أقل قليلاً من الكتلة الجزيئية لـ NKA β1b. كانت وفرة الخيشوم NKA α1a عالية في المياه العذبة وأصبحت غير قابلة للكشف تقريبًا بعد التأقلم مع مياه البحر. كان NKA α1b موجودًا بكميات صغيرة في المياه العذبة وزاد 13 ضعفًا بعد التأقلم مع مياه البحر. تم اكتشاف كل من الأشكال الإسوية NKA فقط في خلايا الكلوريد. تم العثور على NKA α1a في كل من الخلايا الخيطية وخلايا الكلوريد الرقائقي في المياه العذبة ، بينما في مياه البحر كانت موجودة فقط كخلفية باهتة في خلايا الكلوريد الخيطية. في المياه العذبة ، تم العثور على NKA α1b في عدد قليل من خلايا الكلوريد الخيطية ، وبعد تأقلم مياه البحر تم العثور عليها في جميع خلايا الكلوريد على الشعيرة والصفائح. أشار التألق المناعي المزدوج المتزامن إلى أن NKA α1a و α1b موجودان في خلايا كلوريد مختلفة في المياه العذبة. في العديد من خلايا الكلوريد في مياه البحر ، كان NKA α1b موجودًا بكميات أكبر في المنطقة تحت الذروية أكثر من أي مكان آخر في الخلية. يمكن للأنماط المجمعة في الوفرة والتمركز المناعي لهذين الشكلين الإسفيني أن تفسر التغيرات المرتبطة بالملوحة في إجمالي وفرة خلايا NKA والكلوريد. تشير النتائج إلى وجود شكل إسوي للمياه العذبة ومياه البحر للوحدة الفرعية NKA α في خياشيم سمك السلمون الأطلسي وأنها موجودة في خلايا كلوريد متميزة.

توجد مضخة الصوديوم ، Na + / K + -ATPase (NKA) ، في جميع الخلايا الحيوانية ، مما يوفر تنظيمًا للتدرجات الأيونية داخل الخلايا المستخدمة في التوازن الخلوي والنقل الثانوي للمركبات الأخرى (Skou and Esmann ، 1992). إنه موجود بتركيز عالٍ بشكل خاص في معظم الخلايا الظهارية التي تنظم نقل الأيونات للكائن الحي بأكمله مثل الكلى والغدد الملحية والخياشيم (إبشتاين وآخرون ، 1967). في خياشيم أسماك teleost ، يوجد NKA في خلايا نقل أيونات متخصصة تُعرف باسم الخلايا الغنية بالكلوريد أو الميتوكوندريا. هذه الخلايا هي موقع امتصاص الأيونات في المياه العذبة وإفراز الملح في مياه البحر (Foskett and Scheffey ، 1982) ، ولديها أعلى تركيز خلوي معروف لـ NKA ، مع أكثر من 100 مليون جزيء لكل خلية (كارناكي ، 1986).

تحافظ جميع التليوستس على ضغط تناضحي داخلي ثابت تقريبًا ، ما يقرب من ثلث ضغط مياه البحر ، بغض النظر عما إذا كانت في المياه العذبة أو مياه البحر (Evans et al. ، 2005). في المياه العذبة ، يجب أن تتصدى الأسماك للفقد السلبي للأيونات ، وخاصة الصوديوم والكلوريد ، واكتساب الماء. يفعلون ذلك عن طريق امتصاص الأيونات من طعامهم وأخذ الصوديوم والكلوريد بنشاط عبر الخياشيم. يُفرز الماء الزائد عن طريق إنتاج البول المخفف للغاية عن طريق الكلى والمثانة البولية. تكون Teleosts في مياه البحر في حالة دائمة من الجفاف الوشيك ويجب أن تتصدى للكسب السلبي للأيونات وفقدان الماء. تتعامل Teleosts مع هذا التحدي عن طريق شرب مياه البحر وأخذ الملح والماء عبر القناة الهضمية ، بينما يتم إفراز الصوديوم والكلوريد الزائدين بواسطة الخياشيم. وبالتالي ، فإن الانتقال من المياه العذبة إلى مياه البحر يتطلب أن يعكس الخيشوم وظيفته من امتصاص الأيونات إلى عضو إفرازي للملح.

يبدو أن هناك عدة آليات لامتصاص قمي للصوديوم بواسطة خياشيم السمك. يبدو أن تبادل الصوديوم والهيدروجين هو الآلية السائدة ، إما من خلال مبادلات هيدروجين الصوديوم (NHE) ، أو من خلال H + -ATPase القمي الذي يولد تدرجًا كهربائيًا مناسبًا لدخول الصوديوم عبر قناة صوديوم (ENaC) (Evans et آل ، 2005). هناك أيضًا دليل على أن بعض أسماك teleost تستخدم ناقل cotransporter قمي NaCl لامتصاص الصوديوم (Hiroi et al. ، 2008). من المحتمل أن تشارك NKA في التدفق الجانبي للصوديوم في الدم (ماكورميك ، 1995).

تشارك ثلاثة بروتينات رئيسية لنقل الأيونات في إفراز الخياشيم للصوديوم والكلوريد عندما تكون الأسماك في مياه البحر. تضخ NKA ثلاثة أيونات الصوديوم خارج الخلية أثناء ضخ أيوني بوتاسيوم ، مما يجعل داخل خلية الكلوريد سلبيًا للغاية ومنخفضًا في الصوديوم. ثم يتم استخدام تدرج الصوديوم بواسطة Na + / K + / 2Cl - cotransporter (NKCC) لإحضار الكلوريد إلى الخلية. يترك الكلوريد بعد ذلك الخلايا على تدرج كهربائي مفضل من خلال قناة كلوريد قمي ، والتي ثبت أنها متجانسة لمنظم التوصيل الغشائي للتليف الكيسي (CFTR) (مارشال ، 2002). بالإضافة إلى توفير التدرج الكهروكيميائي لإفراز الكلوريد ، تقوم NKA أيضًا بضخ الصوديوم في الفضاء المجاور للخلايا حيث يترك الصوديوم من خلال تقاطعات فضفاضة على تدرج كهربائي مناسب. تم توطين جميع بروتينات النقل الأيوني الرئيسية الثلاثة المشاركة في إفراز الملح ، NKA و NKCC و CFTR ، في خلايا الكلوريد في عدة أنواع من أسماك teleost (McCormick et al. ، 2003 Hiroi et al. ، 2005).

يتكون NKA من وحدتين فرعيتين أساسيتين ، α و. تعتبر الوحدة الفرعية α هي الوحدة التحفيزية الرئيسية وتحتوي على جميع مواقع الارتباط الرئيسية لـ ATP و Na + و K + و ouabain (مثبط محدد للإنزيم). الوحدة الفرعية α عبارة عن بولي ببتيد غليكوزيلاتي يساعد في طي البروتين ووضعه في غشاء البلازما الجانبي القاعدية. الوحدة الفرعية الثالثة التي تسمى γ ، والمعروفة أيضًا باسم FXYD ، ليست ضرورية للوظيفة التحفيزية لـ NKA ، ولكنها تعمل على ما يبدو لتكييف الخصائص الحركية لنقل الصوديوم والبوتاسيوم لوظائف أنواع الخلايا المختلفة (Garty and Karlish، 2006). يوجد داخل الوحدة الفرعية α أربعة أشكال إسوية على الأقل يتم التعبير عنها في الفقاريات لها خصائص حركية مختلفة لربط Na + و K + و ATP ، وتختلف في تثبيطها بواسطة ouabain والكالسيوم ، وتنظيمها بواسطة الرسل الثاني داخل الخلايا (Blanco وميرسر ، 1998). تشير هذه الخصائص الفريدة إلى جانب توزيعها الخاص بالخلية إلى أن الأشكال الإسوية NKA لها وظيفة وتنظيم فسيولوجي متميز.

في الآونة الأخيرة ، قدم ريتشاردز وزملاؤه (Richards et al. ، 2003) دليلًا وراثيًا جزيئيًا على وجود العديد من الأشكال الإسوية للوحدة الفرعية α المعبر عنها في نسيج الخياشيم لتراوت قوس قزح. يزداد مستوى mRNA في الشكل الإسوي NKA α1a بعد الانتقال من مياه البحر إلى المياه العذبة ، ويزداد مستوى الشكل الإسوي α1b بعد نقل المياه العذبة إلى مياه البحر. تم العثور على تأثيرات مماثلة للملوحة على هذه الأشكال الإسوية في سمك السلمون الأطلسي (سالمو سالار Linnaeus) علاوة على ذلك ، ينخفض ​​مستوى mRNA للخيشومية NKA α1a ويزيد مستوى NKA α1b في المياه العذبة أثناء التحول الصغير عندما يزداد تحمل الملوحة عند الأحداث (Nilsen et al. ، 2007). حتى الآن ، ومع ذلك ، فإن الدليل على هذه الأشكال الإسوية α1 الخاصة بالملوحة يعتمد فقط على التغيرات في مستويات الرنا المرسال ، ولم يكن هناك توصيف أو توطين للبروتينات نفسها. من أجل البدء في توصيف هذه الأشكال الإسوية NKA قمنا بتطوير والتحقق من صحة الأجسام المضادة الخاصة بـ NKA α1a و NKA α1b. ثم قمنا بفحص وفرة كل شكل إسوي وموقعه في النسيج الخياشمي لصغار السلمون الأطلسي كدالة للملوحة البيئية.


التحذير من الأسفل: كيف تتعلم الديدان البحرية المفلطحة الإحساس بالجاذبية

تم تجهيز جميع الكائنات الحية بأعضاء حسية لاكتشاف التغيرات في البيئة المحيطة بها. قد لا يبدو الأمر واضحًا لنا على الفور ، ولكن ، على غرار الطريقة التي يمكننا بها الشعور بالحرارة والبرودة والضوء والظلام ، نحن أيضًا بارعون للغاية في استشعار الجاذبية. في حالتنا ، فإن أذننا الداخلية هي التي تقوم بهذه المهمة ، مما يساعدنا في الحفاظ على التوازن والوضعية والتوجه في الفضاء. لكن ماذا عن الكائنات الحية الأخرى ، على سبيل المثال اللافقاريات التي تفتقر إلى العمود الفقري؟

إن عضو استشعار الجاذبية في بعض اللافقاريات المائية ، والمعروف باسم "الكيسة الساكنة" ، هو في الواقع رائع إلى حد ما. إن الكيسة الحالة في الأساس عبارة عن كيس مملوء بسائل به خلايا حسية تبطن جداره الداخلي وكتلة معدنية صغيرة تسمى "ستاتوليث" موجودة بداخلها. أثناء أي حركة للجسم ، يتحرك ستاتوليث وبالتالي يتلامس مع الخلايا الحسية في الجدار الداخلي ، مما يؤدي إلى انحرافها. تعمل الانحرافات بدورها على تنشيط الخلايا العصبية (الخلايا العصبية) ، والتي تنقل بعد ذلك إشارات إلى الدماغ حول التغييرات في اتجاه الجسم.

ومع ذلك ، فإن كيفية تحفيز الخلايا الحسية للخلايا العصبية ليس واضحًا بشكل خاص بالنسبة للديدان المفلطحة - وهي حيوانات بحرية رخوة الجسم مع تشريح بسيط ، والتي تمثل أحد أقدم أشكال الحياة الموجودة مع تناظر ثنائي (يسار - يمين). ما يعرفه علماء الحيوان حتى الآن ، بناءً على اكتشاف أن الديدان المفلطحة اليافعة تفشل أحيانًا في الإحساس بالجاذبية ، هو أن القدرة تُكتسب في وقت ما بعد الفقس من البيض.

في دراسة جديدة نشرت في زومورفولوجيا، علماء من جامعة أوكاياما باليابان بقيادة البروفيسور موتونوري أندو قاموا الآن بفهم هذه المخلوقات الفضولية بشكل أفضل. ولكن ما هو بالضبط الجذاب للغاية حول الديدان المفلطحة acoel؟ يوضح البروفيسور أندو ، "فهم آلية الاستجابة التحفيزية لـ Acoela يمكن أن يكشف عن آلية تحكم بيولوجية أساسية تعود إلى أصل الحيوانات ثنائية الفصيلة ، بما في ذلك البشر. وبالتالي ، فإن هذه الكائنات هي المفتاح لكشف عملية التطور."

لدراستهم ، استخدم العلماء نوعًا من نوع acoel يسمى Praesagittifera naikaiensis أو P. naikaiensis هذا مستوطن في سواحل بحر جزيرة سيتو في أوكاياما. "خطة الجسم الغامضة P. naikaiensis يمكن أن يكون مفتاحًا لربط أوكاياما بالبيئة الطبيعية في العالم "، كما يقول البروفيسور أندو.

لفحص العلاقة بين الكيسة الحالة والجهاز العصبي P. naikaiensis، كان على العلماء أن يجعلوا كلاهما مرئيًا ، وهي مهمة يتم إنجازها عادةً بواسطة "علامة" أو "علامة". ومع ذلك ، وبسبب عدم وجود أي ملصق مناسب للكيس الاستاتوسي ، فقد تبنوا إستراتيجية مختلفة قاموا فيها بتسمية الصفيحة القاعدية ، وهي الطبقة التي تجلس عليها الخلايا الحسية. أما بالنسبة للجهاز العصبي ، فقد قاموا بتسمية النهايات العصبية باستخدام علامة معروفة. أخيرًا ، درسوا العينة باستخدام الفحص المجهري متحد البؤر ، وهي تقنية يركز فيها الضوء على بقعة محددة بعمق معين لتحفيز العلامات المحلية فقط.

كانت النتائج مضيئة. وجد العلماء أن الديدان المسطحة طورت قدرة على استشعار الجاذبية في غضون 0 إلى 7 أيام بعد الفقس ، مع تشكل الدولة بعد الفقس. يتألف الكيس الأساسي من الحبال العصبية الطولية والعرضية ، ويشكل ما يسمى "الدماغ الصواري" و "المفوض المرتبط بالكيسات الحالة" (stc) الذي يتميز بألياف عرضية. لقد افترضوا أن قدرة استشعار الجاذبية قد تطورت عندما: 1) اكتسبت الستاتوليث تركيزًا كافيًا من أملاح الكالسيوم ، 2) عملت stc كخلايا عصبية لنقل الإشارات ، و 3) كانت الخلايا الحسية موجودة خارج الكيس وتم تحفيزها بشكل غير مباشر بواسطة ستاتوليث من خلال الصفيحة القاعدية و stc.

مستوحاة من هذه النتائج ، تصور البروفيسور أندو اتجاهات بحثية مستقبلية وحتى تطبيقات عملية لدراستهم. "لقد تم الإبلاغ عن أن الأنواع ذات الصلة الوثيقة بهذا الكائن الحي تعيش في ساحل بحر الشمال وساحل البحر الأبيض المتوسط ​​والساحل الشرقي لأمريكا الشمالية. نظرًا لوجود اهتمام كبير بشأن القواسم المشتركة لموائلها ، يمكننا توسيع نطاق بحثنا ليشمل المزيد على المستوى العالمي ، باستخدام هذه الحيوانات كنظام اختبار حيوي جديد للبيئة التي تعيش فيها ، خاصة في مواجهة الوتيرة المتسارعة لتغير المناخ وتدهور الموائل البشرية المنشأ.علاوة على ذلك ، يمكن أن تكون الديدان المفلطحة من نوع acoel نموذجًا بيولوجيًا ممتازًا لدراسة الأمراض التي يسببها الإنسان يقول البروفيسور أندو: "بسبب تشوهات في خلايا الشعر الحسية".


تأثير كلوريد الصوديوم على خصائص نمو الخميرة البحرية Debaryomyces hansenii على دفعات وثقافة مستمرة في ظل الحد من الكربون والبوتاسيوم

Debaryomyces hansenii تمت زراعته بكميات كبيرة نسبيًا (& GT 1 لتر) ثقافة دفعية في وسط مع درجة حموضة أولية 5 · 0 و 7 · 2 و 8 · 3 في وجود وغياب 1 · 5 م -NaCl مضاف. تم الحفاظ على الرقم الهيدروجيني للوسيط أو تم السماح له بالتغير. بدت خصائص النمو متشابهة جدًا في جميع المعالجات ، فيما عدا أن مرحلة التأخر امتدت بوجود 1 · 5 MNaCl.

نمت الخميرة أيضًا في مزرعة مستمرة تحت قيود الكربون في وجود أو عدم إضافة 1 · 5 M-NaCl مع الأس الهيدروجيني إما غير المنضبط أو المحتفظ به عند الرقم الهيدروجيني 8 · 3. أظهرت دراسات المتابعة أن الخميرة تتكيف تناضحيًا بواسطة آليتين. أحدهما قصير المدى نسبيًا ويتضمن تدفق الصوديوم بينما يتضمن الآخر فقدان الصوديوم من الخلية. كلاهما مرتبط بتخليق الجلسرين. أظهر تحليل غلات الكتلة الحيوية ومحتوى المذاب داخل الخلايا ، لكل مول من الجلوكوز المستخدم ، أنه عند معدلات النمو المحددة المنخفضة كانت الخلايا محدودة الجلوكوز ولكنها محدودة الطاقة بمعدلات أعلى. كان معدل النمو المحدد الذي أصبحت فيه الخلايا محدودة الطاقة أقل في الوسط الملحي (وأدنى عندما تم الحفاظ على الرقم الهيدروجيني عند 8 · 3). عندما كانت الزراعة محدودة الجلوكوز ، في الظروف غير الملحية ، كان النمو يعتمد بشكل كبير على امتصاص البوتاسيوم ، الذي كان محتواه داخل الخلايا لكل مول من الجلوكوز المستخدم أكبر بكثير من أي مذاب تم قياسه آخر. في الظروف المالحة مع وسط حمضي ، تم إنفاق الكثير من الجلوكوز المستخدم في توليد جهد المذاب المناسب بشكل أساسي مع الجلسرين والصوديوم. تعتبر الظروف التي تكون فيها الخلايا محدودة الطاقة فيما يتعلق بالدورة غير المجدية للجليسرول والحفاظ على التدرج المناسب للبروتونات عبر البلازما في وسط قلوي. تمت دراسة الحد من البوتاسيوم في الزراعة المستمرة في الأوساط منخفضة الملوحة وذات الملوحة العالية (0 · 5 م -NaCl) مع الأس الهيدروجيني إما خارج التحكم أو الحفاظ عليه عند 5 · 5 أو 8 · 3. يبدو أن الأسمولية الرئيسية هي البوتاسيوم والجلسرين في وسط منخفض الملوحة والصوديوم والجلسرين والأرابيتول في 0 ·5 م -NaCl. تشير العلاقة بين المحصول والتركيز الداخلي للبوتاسيوم لكل مول من الجلوكوز المستخدم في أي وسيط واحد إلى أن إنتاج الكتلة الحيوية وامتصاص البوتاسيوم مرتبطان ارتباطًا وثيقًا. كان تركيز الجلسرين لكل مول من الجلوكوز المستخدم متناسبًا مع المحصول في جميع الوسائط عند الرقم الهيدروجيني 8 · 3 في وسط 0 · 5 م -NaCl تم إنتاج أقل نسبيًا من الأرابيتول. لوحظت أعلى تركيزات خلوية من الصوديوم والجلسرين في هذا الوسط بمعدلات نمو نوعية أعلى. تؤكد هذه الدراسات البيانات السابقة التي تظهر أن نمو الخميرة في وسط ملحي تحت الظروف القلوية يختلف من الناحية الفسيولوجية عن ذلك في الظروف الحمضية.

العنوان الحالي: قسم الأحياء الدقيقة ، جامعة شيفيلد شيفيلد ، S10 2TN ، المملكة المتحدة


كيف يعمل صبغ غرام؟

يتضمن تلطيخ الجرام ثلاث عمليات: التلوين بصبغة قابلة للذوبان في الماء تسمى البنفسجي الكريستالي ، وإزالة اللون ، والتلوين المضاد ، عادةً باستخدام السافانين. بسبب الاختلافات في سمك طبقة الببتيدوغليكان في غشاء الخلية بين البكتيريا موجبة الجرام والبكتيريا سالبة الجرام ، تحتفظ البكتيريا الموجبة للجرام (مع طبقة ببتيدوغليكان أكثر سمكًا) بصبغة البنفسج الكريستالية أثناء عملية إزالة اللون ، بينما تفقد البكتيريا سالبة الجرام صبغة البنفسج الكريستالية وبدلاً من ذلك يتم تلطيخها بواسطة safranin في عملية التلوين النهائية. تتضمن العملية ثلاث خطوات:

  1. الخلايا ملطخة بصبغة الكريستال البنفسجي. بعد ذلك ، يضاف محلول اليود Gram & # 039 s (اليود ويوديد البوتاسيوم) لتشكيل معقد بين البنفسجي البلوري واليود. هذا المركب هو جزيء أكبر من صبغة الكريستال البنفسجي الأصلية واليود وغير قابل للذوبان في الماء.
  2. تتم إضافة مزيل اللون مثل الكحول الإيثيلي أو الأسيتون إلى العينة ، مما يؤدي إلى تجفيف طبقة الببتيدوغليكان ، وتقليصها وشدها. مركب اليود البنفسجي البلوري الكبير غير قادر على اختراق طبقة الببتيدوغليكان المشدودة ، وبالتالي فهو محاصر في الخلية في البكتيريا موجبة الجرام. على العكس من ذلك ، يتحلل الغشاء الخارجي للبكتيريا سالبة الجرام وتكون طبقة الببتيدوغليكان الرقيقة من الخلايا السالبة الجرام غير قادرة على الاحتفاظ بمركب اليود البنفسجي البلوري ويفقد اللون.
  3. تتم إضافة صبغة مضادة ، مثل سافرانين القابل للذوبان في الماء بشكل ضعيف ، إلى العينة ، مما يؤدي إلى تلطيخها باللون الأحمر. نظرًا لأن السافرانين أخف من البنفسجي الكريستالي ، فإنه لا يعطل اللون الأرجواني في الخلايا الموجبة للجرام. ومع ذلك ، فإن الخلايا السلبية الجرام غير الملونة ملطخة باللون الأحمر.

Amende LM، Pierce SK (1980a) تنظيم الحجم الخلوي في الرخويات المجهدة الملوحة: استجابةنويتيا بونديروسا (Arcidae) خلايا الدم الحمراء للاختلاف التناضحي. J Comp Physiol 138: 283-289

Amende LM، Pierce SK (1980b) تنظيم حجم الأحماض الأمينية الحرة بوساطة العزلنويتيا بونديروسا خلايا الدم الحمراء: التحكم عن طريق Ca 2+ و ATP. J Comp Physiol 138: 291–298

Aull F (1981) النقل المشترك لكلوريد البوتاسيوم في الخلايا السرطانية المستقرة. Biochim Biophys Acta 643: 339-345

Bakker-Grunwald T (1978) تأثير الأنيونات على التبادل الذاتي للبوتاسيوم في الخلايا السرطانية للاستسقاء. Biochim Biophys Acta 513: 292-295

Bakker-Grunwald T (1981) نقل البوتاسيوم الناجم عن الهرمونات والحساسية لمدر البول في كريات الدم الحمراء في الديك الرومي يعتمد على الأنيون. Biochim Biophys Acta 641: 427-431

Bath RN، Eddy FB (1979) توازن الملح والماء في تراوت قوس قزح (سالمو جيردنري) تنتقل بسرعة من المياه العذبة إلى مياه البحر. J أكسب بيول 83: 193-202

Brazy P، Gunn RB (1978) تثبيط فوروسيميد لنقل الكلوريد في خلايا الدم الحمراء البشرية. J Gen Physiol 68: 583-599

Cabantchik ZI، Knauf PA، Rothstein A (1978) نظام نقل الأنيون لكرات الدم الحمراء: تقييم دور بروتين الغشاء باستخدام "المجسات". Biochim Biophys Acta 515: 239-302

Cala PM (1977) تنظيم الحجم بواسطة خلايا الدم الحمراء المفلطحة في وسط متباين الخواص. J Gen Physiol 69: 537-552

Cala PM (1980) تنظيم الحجم بواسطةأمفيوما خلايا الدم الحمراء. إمكانات الغشاء وانعكاساتها فيما يتعلق بطبيعة مسارات تدفق الأيونات. J Gen Physiol 76: 683-708

Chaussy L، Baethman A، Lubitz W (1980) التحجيم الكهربائي للخلايا الدبقية المستنبتة المعرضة لظروف نقص ضغط الدم وفرط التوتر. في: Proc Int Union Physiol Sci، vol XIV (Abstract)

Chipperfield AR (1980) تأثير الكلوريد على ناقل حركة (Na + K) في خلايا الدم الحمراء البشرية. الطبيعة 286: 281-282

Chipperfield AR (1980) الاعتماد على الكلوريد لتدفقات الصوديوم والبوتاسيوم المنفعلة الحساسة للفوروسيميد والفلوريتين في الخلايا الحمراء البشرية. J Physiol (لوند) 312: 435-444

ديك دات (1966) ماء الخلية. بتروورث ، واشنطن

Dunham PB، Stewart GW، Ellory JC (1980) النقل السلبي للبوتاسيوم المنشط بالكلوريد في كريات الدم الحمراء البشرية. Proc Natl Acad Sci USA 77: 1711-1715

Ellory JC، Dunham PB (1980) النقل السلبي للبوتاسيوم المعتمد على الحجم في الخلايا الحمراء للأغنام LK. في: Lassen UV ، Ussing HH ، Wieth JO (eds) نقل الغشاء في كرات الدم الحمراء ، ندوة ألفريد بنسون 14. مونكسجارد ، كوبنهاغن ، ص 409-427

Engel DW، Davis EM (1964) ملاحظات Ichthyological: العلاقة بين النشاط وتكوين الدم في بعض التليوستات البحرية. كوبيا 3: 586-587

Fugelli K (1967) تنظيم حجم الخلية في السمك المفلطح (بليورونيكتس flesus) كريات الدم الحمراء المصاحبة لانخفاض الأسمولية في البلازما. Comp Biochem Physiol 22: 253-260

Fugelli K، Rohrs H (1980) تأثير Na + و osmolality على التدفق والتوزيع المستقر لحالة التورين وحمض جاما-أمينوبوتيريك في السمك المفلطح (Platichthys flesus) كريات الدم الحمراء. Comp Biochem Physiol [أ] 67: 545-551

الممول J ، Wieth JO (1967) تأثيرات بعض الأنيونات أحادية التكافؤ على تدفقات Na و K وعلى استقلاب الجلوكوز للخلايا الحمراء البشرية المعالجة. اكتا فيسيول سكاند 71: 168-185

Geck P و Pietrzyk C و Burckhardt BC و Pfeiffer B و Heinz E (1980) النقل المشترك الصامت كهربائيًا لـ Na + و K + و Cl - في خلايا إيرليش. Biochim Biophys Acta 600: 432-447

Goldinger JM و Erasmus BD و Song YK و Koschier FJ و Hong SK (1980) تأثيرات SCN - و NO - 3 على نقل الأنيون العضوي في شرائح قشرية الكلى الأرانب. Biochim Biophys Acta 598: 357–365

Gunn RB (1978) نقل الأنيونات عبر أغشية الخلايا الحمراء. في: Giebisch G ، Tosteson DC ، Ussing HH (eds) Membrane transport in biology، vol II. سبرينغر ، برلين هايدلبرغ نيويورك ، ص 59-79

Gutknecht J ، Walter A (تحت الطبع) نقل الأنيون والبروتون من خلال طبقات ثنائية الدهون وأغشية الخلايا الحمراء. في: Symp حول نقل الكلوريد في الأغشية البيولوجية ، الاجتماع السنوي الثالث والستون Fed Am Soc Exp Biol ، دالاس ، تكساس (أبريل 1981)

Haas، M، McManus TJ (1981) تأثير استبدال الأنيون وإمكانات الغشاء على النقل المشترك للصوديوم / البوتاسيوم في خلايا البط الحمراء. Fed Proc 40: 484

Heinz E، Geck P، Pfeiffer B (1980) مشاكل حيوية في نقل الأحماض الأمينية في خلايا إيرليش. J Membr Biol 57: 91-94

Hoffman EK (1980) تنظيم حجم الخلية في خلايا الثدييات. في: Gilles R (ed) الحيوانات واللياقة البيئية. مطبعة بيرغامون ، أكسفورد ، نيويورك ، ص 43-59

Howe D ، Gutknecht J (1978) دور المثانة البولية في تنظيم التناضح في التليوست البحري ،Opsanus tau. أنا J Physiol 235: R48–54

نجار CH ، Lauf PK (1978) العلاقة بين ربط ouabain وتثبيط مضخة K + في كريات الدم الحمراء للإنسان والأغنام. J Physiol (لوند) 283: 155-177

Kregenow FM (1971) استجابة كريات الدم الحمراء للبط للوسائط منخفضة التوتر غير المحللة للدم. J Gen Physiol 58: 372–395

Kregenow FM (1981) آليات نقل الملح التنظيمي: التحكم في حجم الخلية في الوسائط متباينة التوتر. Annu Rev Physiol 43: 493-505

Lauf PK (1981) نفاذية K + تعتمد على كلوريد معززة كيميائيًا في خلايا حمراء منخفضة K + للأغنام: الجوانب الجينية والتطورية. في: Brewer G ، Kruckeberg W (محرران) أغشية كرات الدم الحمراء 2: التطورات السريرية والتجريبية الحديثة. ليس ، نيويورك ، ص 13 - 30

Lauf PK ، Theg BE (1980a) تدفق K + المعتمد على الكلوريد الناجم عن N-ethyl malimide في كريات الدم الحمراء في الأغنام والماعز منخفضة وراثيًا من K +. Biochem Biophys Res Commun 92: 1422-1428

Lauf PK، Theg BE (1980b) دليل على حركات K + المنشطة للكلوريد في كريات الدم الحمراء في oyster toadfish أثناء الانكماش التنظيمي للحجم. عالم وظائف الأعضاء 23: 616

Macey RI (1978) نقل الماء والمواد غير الكهربية عبر أغشية الخلايا الحمراء. في: Giebisch G ، Tosteson DC ، Ussing HH (eds) Membrane transport in biology، vol II. سبرينغر ، برلين هايدلبرغ نيويورك ، ص 1-54

McManus TJ ، Haas M (1981) تحفيز الكاتيكولامين لتبادل K / K (K / Rb) في خلايا البط الحمراء. Fed Proc 40: 484

McManus TJ ، Schmidt WF III (1978) نقل الأيونات والأيونات المشتركة في خلايا الطيور الحمراء. في: Hoffmann JF (محرر) عمليات النقل الغشائي ، المجلد الأول ، مطبعة رافين ، نيويورك ، ص 79-106

Mitchell P (1970) اقتران عكسي بين النقل والتفاعلات الكيميائية. في: Bitter EE (ed) الأغشية والنقل الأيوني ، المجلد الأول. Wiley-Interscience ، London New York ، pp 192–256

Root RW (1931) الوظيفة التنفسية لدم الأسماك البحرية. بيول بول 61: 427-456

شميت WF III ، McManus TJ (1977) حركات الملح والماء غير الحساسة في Ouabain في خلايا البطة الحمراء. J Gen Physiol 70: 59–79

Wiley JS ، Cooper RA (1974) ناقل مشترك حساس للفوروسيميد للصوديوم بالإضافة إلى البوتاسيوم في الخلية الحمراء البشرية. ياء كلين إنفست 53: 745-755

Wright EM ، Diamond JM (1977) انتقائية الأنيون في الأنظمة البيولوجية. فيسيول القس 57: 109-156


كيف لا تفقد الخلايا (البحرية) البوتاسيوم؟ - مادة الاحياء

سؤال جيد.
تطورت الحياة في المحيط ، لذا فإن داخل خلايا الأنواع البحرية ملوحة تشبه ملوحة مياه البحر.

لفهم مشاكل توازن الماء والملح في الكائنات الحية ، تحتاج إلى فهم عملية تسمى التنافذ. سأبدأ بإعطائك "تجربة فكرية" لتتخيلها. تخيل غرفتين بهما أقلام جرو. يتم توصيل الأقلام بواسطة باب جرو عبر الحائط. يمكن للكلاب الصغيرة الذهاب ذهابًا وإيابًا بين الغرف باستخدام الباب. تخيل أنهم يتحركون بشكل عشوائي. ما هو جزء الجراء الموجود في كل قلم؟ ربما حوالي نصف ونصف. تخيل الآن أن الأشخاص المحبين للجرو يتم وضعهم في أحد الأقلام. الناس لن يتأقلموا مع باب الجرو. الآن كل شخص يمسك بالجراء ويلعب معها ، لذا فإن كل الجراء تقريبًا في قلم واحد. لماذا أخبرك عن الجراء عندما تسأل عن الأسماك والأعشاب البحرية؟ نحن سنصل. إذا كانت لديك خلية تحتوي على الماء فقط ، ووضعتها في ماء نقي ، فإن الماء سيدخل ويغادر بنفس المعدل تقريبًا. لن تكتسب الخلية الماء أو تفقده بشكل عام. هذا يشبه تحرك الجراء ذهابًا وإيابًا بمفردهم. ومع ذلك ، لا تحتوي الخلايا على الماء فقط. تحتوي على أملاح وسكريات وبروتينات وأشياء أخرى. هؤلاء يتصرفون مثل الأشخاص في تجربتنا الفكرية. الأملاح ومثل هذه "الاستيلاء" على جزيئات الماء. التناضح هو عملية حيث "يتبع" الماء الملح أو مادة مماثلة عبر غشاء يسمح للماء بالتحرك ، لكن لا يسمح للملح (والأشياء) بالتحرك عبره. من الواضح أن الماء لا يلاحق الملح حقًا ، ولكن عندما تنقله حركته العشوائية إلى الملح ، ينجذب إليه الشحنات وليس من المرجح أن يغادر.

إذا أسقطت خلية سمكة في ماء نقي ، فإن الماء سيدخل الخلية أسرع بكثير مما تبقى بسبب الأملاح والأشياء الموجودة في الخلية. في النهاية ، تمتلئ خلية الأسماك بالماء وتنفجر. إذا لم يكن في خلية السمكة الكثير من الأملاح والأشياء ، وقمت بإلقائها في مياه البحر ، فإن معظم الماء سيغادر الخلية ، متتبعًا الملح في الخارج. سوف تذبل خلية الأسماك. في المياه المالحة ، يجب أن تحتوي الخلية السمكية على ما يكفي من المواد "اللاصقة" للمياه لمنع مياهها من تتبع ملح مياه البحر خارج الخلايا. أسماك المياه المالحة لها جلد غالبًا ما يكون ضيقًا للماء ، لكنها تفقد بعض الماء العذب وتتناول بعض الملح من خلال جلدها. يمكن أن تنتج أسماك العظام بولًا شديد التركيز للتخلص من الملح الزائد. كما أنها تفرز ملحًا إضافيًا من خلال الخياشيم. تمتلك أسماك القرش وأقاربها غددًا تفرز الملح الزائد في جهازهم الهضمي بحيث يترك في فضلاتهم. لذلك لا تنتج المياه العذبة من مياه البحر بشكل منفصل ، ولكن يمكنها التخلص من الملح الزائد. الأعشاب البحرية من الناحية الفنية هي طحالب وليست نباتًا ، لكنها تتعامل مع توازن الماء بنفس الطريقة. يمكن للأعشاب البحرية أن تصنع مادة "لزجة" للماء وتبقى في خلاياها. لا يتدفق الملح إلى الخلايا كثيرًا ولا يترك الماء الكثير. يمكن للطحالب والنباتات أن تفلت من جذب الماء إلى خلاياها لأن لها جدار خلوي صلب خارج غشاء الخلية الرقيق. فكر في ملء بالون مائي. إذا أدخلت الكثير ، سينفجر البالون مثل خلية السمكة في الماء العادي. إذا وضعت بالون الماء داخل صندوق بالحجم المناسب ، فسيؤدي ذلك إلى ملء الصندوق والتوقف عن امتصاص الماء. هذه هي الطريقة التي يحمي بها جدار الخلية الخلية من السماح بدخول الكثير من الماء.

ما هي المشاكل التي تعتقد أنها تعاني منها أسماك المياه العذبة؟ كيف يمكنهم حلها؟ قد تكون مهتمًا بدراسة علم وظائف الأعضاء البيئية.

في الواقع ، لدينا الكثير من الملح في دمائنا ، غالبًا على شكل أيونات الصوديوم ، وهي أيونات موجبة ، وأيونات سالبة مثل أيونات الكلوريد التي تعمل على تحييدها. كان هناك طبيب ما بعد الفيزياء في مختبري ذات مرة كان خائفًا من أننا سنموت إذا شربنا الماء المقطر النقي في المختبر ، لأن خلايا الدم الحمراء تتضخم وتنفجر عندما توضع في الماء المقطر. لقد كان مخطئًا ، وكان خطأ غبيًا في علم الأحياء. تحتوي جميع الخلايا الحية على مضخات في أغشيتها الخارجية التي تضخ الأيونات داخل وخارج الخلايا ، لإعطاء الكمية المناسبة من الملح في الخلايا وفي الدم من حولها. تستخدم المضخات أيضًا الطاقة الكيميائية لضخ أيونات البوتاسيوم في الخلايا وأيونات الصوديوم خارج الخلايا.

يشرح هذا النوع سؤالك حول كيفية عيش النباتات والحيوانات في المياه المالحة. لا يبدو لي الأمر أكثر غرابة من الطريقة التي نعيش بها في الهواء ، أو كيف تعيش النباتات والحيوانات الأخرى في المياه العذبة. نحن وجميعهم لدينا المضخات والجزيئات المعقدة الأخرى اللازمة للاحتفاظ بالكميات المناسبة من الأملاح والماء في أجسامنا.

لدي فكرة عن كيف بدأت الحياة بين صفائح الميكا. تشرح هذه الفكرة سبب احتواء الخلايا الحية على كميات كبيرة من أيونات البوتاسيوم ، لأن أيونات البوتاسيوم تربط صفائح الميكا معًا. يمكنك معرفة المزيد عن هذه الفكرة من خلال googling: أوراق الميكا الجدة.

الشيء المهم الذي يجب إدراكه هو أن ما هو مهم بالنسبة للكائن الحي هو الماء ، وحتى أكثر مياه البحر ملوحة لا تزال حوالي 96٪ من المياه. لكن نعم ، قد يمثل الملح المتبقي مشكلة لنبات البحر أو الحيوان. الشيء المهم هو أن الكائنات الحية لديها طرق لاستخدام الطاقة لضخ الأملاح أو عزلها بعيدًا عن الآلات الخلوية المهمة. مع النباتات ، يمكن أن تخزن الأملاح أو تفرز الأملاح من خلال الأوراق. بالنسبة لأسماك المياه المالحة ، فإنهم يتعاملون مع التركيز العالي للملح من خلال وجود بول يحتوي على نسبة عالية من الملح. الفكرة الأساسية هي أن الكائنات الحية يمكن أن تتكيف مع البيئات المالحة بطرق مختلفة إما عن طريق إخفاء الملح بعيدًا في حجرة خلوية منفصلة أو إفراز الملح.

الإجابة المختصرة هي أن الأعشاب البحرية وطحالب المياه المالحة الأخرى ليست نباتات في الواقع ، وتستخدم الكيمياء الحيوية الداخلية التي لا تتطلب المياه العذبة كما تفعل النباتات البرية. ومع ذلك ، فإن الأعشاب البحرية هي نبات ، لكنها أيضًا تمكنت من تبني الكيمياء الحيوية التي يمكن أن تتعامل مع المياه المالحة بدلاً من المياه العذبة.

تمتلك النباتات والحيوانات التي تعيش في المياه المالحة آليات قليلة لتنظيم محتواها الفسيولوجي من الملح. يشار إلى هذا باسم التنظيم. يشير التناضح إلى تدفق المواد المذابة من التركيز العالي (الضغط الأسموزي الملحي) إلى التركيز المنخفض (الضغط الأسموزي المنخفض المخفف).

يتم تنظيم العديد من أسماك المياه المالحة عن طريق الإخراج النشط للملح من خلال الخياشيم والبول المالح. وهذا يسمح للأسماك بالحفاظ على تركيز ملح أقل في جسمها مقارنة بالمياه المالحة المحيطة. صفة "نشط" تعني أن العملية تستهلك الطاقة. يدفع جسم السمكة أيونات الملح عكس الاتجاه الذي تنتشر فيه بشكل طبيعي عن طريق التناضح ، وهذا يستهلك الطاقة التي يجب على الأسماك توفيرها من خلال استهلاكها الغذائي.

الأعشاب البحرية أكثر تعقيدًا بعض الشيء. عديدة تصنع الأعشاب البحرية الكحوليات والمذابات الجزيئية العضوية الأخرى داخل خلاياها استجابةً لزيادة مستويات الملوحة من بيئتها. يؤدي هذا إلى زيادة الضغط الاسموزي داخل الخلية لمطابقة البيئة الخارجية وبالتالي يمنع الملح الزائد من الانتشار في الخلية.


نتائج

أثناء النمو السريع ، يُستمد معظم النسخ الخلوي من البدء في سبع مناطق محفز ريبوزومي متطابقة تقريبًا. يتم تنظيم هذه المناطق والتعبير من حسابات مروجي P1 الرئيسيين عن الجزء الأكبر من النسخ الريبوزومي (Paul وآخرون، 2004). Prior work has established a primer extension assay for new ribosomal transcription, and we used this to follow changes upon osmotic shock ( Zhi وآخرون، 2003). The primer hybridizes within the 5′ leader region of the unprocessed preribosomal RNA of four of the seven promoters. Because mature ribosomal RNA does not contain this leader, this assay is taken as a measure of newly initiated transcripts.

The physiological context for these RNA measurements is shown in Figure 1. Cells are grown to early to mid-log phase and then challenged by addition of 0.4 M NaCl (addition noted by an arrow in the figure). The rise in optical density halts immediately (compare to unchallenged growth curve), reflecting the known inhibition of growth that is triggered by hyperosmotic shock ( Jovanovich وآخرون, 1988 ). After a lag of 20 min growth apparently resumes, signaling the completion of the adaptation period. RNA was isolated moderately early in the adaptation period (5 min postshock broken arrow in Figure 1) and was probed to reveal the preribosomal RNA transcripts (Figure 1, inset). Compared to a control sample lacking added salt, the signal is very weak (lane 2 versus the lane 1 control). We infer that hyperosmotic shock severely inhibits ribosomal transcription في الجسم الحي.

A similar experiment was performed using potassium acetate shock and is shown in Figure 2. The growth behavior (Figure 2) is similar to that seen with salt shock there is an immediate halt, followed by a lag, in turn followed by resumed growth. In this case, the lag is much longer likely due to the toxic effects of imported acetate ( Roe وآخرون، 1998). Preribosomal RNA analysis 5 min after addition (broken arrow) shows that potassium acetate also leads to a severe inhibition of ribosomal transcription (Figure 2, inset lane 2 compared to the lane 1 control).

Next, the kinetics of changed ribosomal transcription was monitored. This is important for two reasons. Most important, the initial event after hyper-smotic shock is the rapid import of potassium accompanied by the accumulation of glutamate (see Introduction). Other osmoprotectants accumulate more slowly than potassium glutamate, and it is this slower accumulation that likely completes the adaptation. Thus, very short-time measurements reflect primarily a potassium glutamate environment. In addition, ribosomal transcription can be affected by changes in the levels of chromosomal proteins Fis and H-NS (reviewed in Paul وآخرون, 2004 Gralla, 2005 ). Such changes are also slow and if they occur are expected later in the adaptation period. Therefore, strong inhibition at the very earliest times should reflect increases in potassium glutamate levels rather than these other potential macromolecular effectors.

Figure 3A shows the time course of expression beginning immediately after the salt shock and extending throughout the adaptation period. These data reflect primarily newly initiated ribosomal transcripts, and thus are an approximate measure of transcription initiation (see above). There are two important aspects to these data. First, newly synthesized RNA is at much reduced levels immediately after addition of salt (lane 1 and also compare lanes 1 and 2 of Figure 3B). This implies that the inhibition is a primary response and does not require changes in levels of the neutral osmoprotectants that accumulate more slowly. Potassium glutamate has been reported to accumulate in this same short time ( Dinnbier وآخرون, 1988 ). The specificity of the inhibition is confirmed by analysis of the effect on gadB RNA, which is shown to be largely unaffected by the salt shock (Figure 3B, lane 3 versus lane 4).

Second, the data show that after this initial strong inhibition there is a slow recovery of ribosomal transcription (Figure 3A, lanes 2–5). The kinetics of this recovery follows that of the apparent resumption of growth and roughly correspond to decreases in intracellular potassium glutamate levels ( Dinnbier وآخرون, 1988 ). As the cells approach the slow stationary phase of growth, the amount of r-RNA is reduced (lane 6) as already known to be the case ( Paul وآخرون، 2004). We infer that ribosomal transcription is immediately halted upon hyper-osmotic shock and only recovers as the intracellular environment adapts to allow renewed growth under high salt conditions.

The complex LB media used in these experiments may contain neutral osmoprotectants such as glycine betaine or related molecules. In minimal media, the accumulation of neutral osmoprotectants relies on known synthetic pathways and cells primarily produce the osmoprotectant trehalose ( Kempf and Bremer, 1998 ). New transcription in minimal media begins after a lag of several minutes, and is maintained during the adaptation period ( Jovanovich وآخرون, 1988 ). Figure 3C shows that salt shock in minimal media leads to an immediate and strong inhibition of ribosomal transcription (compare lanes 1 and 2). The level of inhibited transcription appears to be similarly low to that in LB the level prior to shock is lower than in LB, as is expected from the lower levels known to accompany the reduced doubling time in minimal media. There is a very modest restoration of transcription during the adaptation period (lanes 2–8), but this never reaches high levels, as expected for slow growth in minimal media ( Bremer and Dennis, 1996 ). Overall, the pattern is similar in rich and minimal media, with an immediate inhibition of ribosomal transcription followed by a slow recovery.

Transcription of ribosomal RNA is known to be strongly affected by the nucleotide ppGpp and the macromolecules Fis and H-NS ( Paul وآخرون, 2004 Gralla, 2005 ). There have been no reports of rapid changes in Fis or H-NS activities, but kinetic studies after growth downshifts suggest that ppGpp levels might change over the time scale of these experiments ( Murray وآخرون، 2003). To assess the potential contribution of changing ppGpp levels to the observed rapid reduction in transcription, a quantitative experiment was performed to compare the salt-induced reduction in r-RNA transcription of wild-type cells with those deficient in ppGpp production.

The results, done in LB media, are shown in Figure 4. Cells with low ppGpp levels are seen to produce the same amount of ribosomal RNA as wild-type cells (lanes 1 versus 7), and this amount is lowered five-fold for both wild type and mutant cells immediately after shock (lanes 2 versus 8) and 5 min later (lanes 3 versus 9). A parallel comparison was performed with cells deficient in the transcriptional activator Fis. In this case, the initial RNA level is lower (lanes 1 versus 4), as expected. Both strains strongly reduce RNA levels after salt shock (lanes 2 and 5) although the Fis-deficient strain appears to show some difficulty in recovery (lanes 3 versus 6), again as may be expected. Basically, the data show that there is no detectable contribution made by ppGpp or Fis to the rapid inhibition of r-RNA expression upon salt challenge. The available data do suggest that macromolecular regulators might contribute to total amounts of r-RNA at later times during the recovery period (see Afflerbach وآخرون, 1998 for H-NS). However, the initial strong inhibition appears to be mostly independent of the known regulators of r-RNA transcription.

It is also possible that changes in the leader r-RNA turnover rate could contribute to the rapid reduction in level observed. This process, measured previously in a plasmid expression context, was estimated to have a halftime of slightly more than a minute ( Schaferkordt and Wagner, 2001 ). We conducted rifampicin challenge experiments using the current experimental protocol and found a similar r-RNA leader half-life after salt challenge (data not shown), suggesting that enhanced turnover is not the cause of the observed reduction in transcription.

This immediate severe reduction in ribosomal transcription is roughly coincident with a rapid increase in intracellular potassium glutamate levels. As discussed above, array analyses have shown that a number of promoters, primarily those transcribed by sigma38 RNA polymerase, are activated under these conditions. Sigma70 promoters show diverse responses to potassium glutamate, and both stimulation and repression have been noted في المختبر ( Leirmo وآخرون, 1987 Lee and Gralla, 2004 ). Ribosomal promoters (sigma70-controlled) are known to be unusually sensitive to salt inhibition ( Ohlsen and Gralla, 1992 ). To assess how ribosomal transcription responds to increases in potassium glutamate levels, في المختبر transcription was carried out.

Figure 5A shows the transcription response of the supercoiled rrnb promoter as potassium glutamate levels are increased في المختبر. The data show that high concentrations of potassium glutamate lead to strong reductions in ribosomal transcription (see also Zhi وآخرون، 2003). The data suggest that the increasing potassium glutamate concentration known to occur upon osmotic shock is expected to strongly inhibit ribosomal transcription.

The addition of potassium acetate also inhibits ribosomal transcription في الجسم الحي (see Figure 2) and في الجسم الحي acetate anion is known to become rapidly concentrated in the cytoplasm ( Roe وآخرون، 1998). This raises the possibility that the reduction in transcription is caused directly by acetate salts acting at the ribosomal promoters. To assess this possibility, the في المختبر experiments were repeated as a potassium acetate titration and the results showed strong inhibition (Figure 5B). These inhibitory effects of salts of acetate and glutamate can be viewed as part of the known sodium chloride-sensitivity of ribosomal transcription ( Ohlsen and Gralla, 1992 ), reproduced here for potassium chloride (Figure 5C). As a comparison, we show that the common lac UV5 test promoter is only slightly inhibited at 200 mM salts compared to 50 mM (Figure 5D: KCl, compare lanes 1 and 2 potassium glutamate, compare lanes 3 and 4), the same range that leads to severe reductions in ribosomal transcription (Figure 5A and C). Overall, we infer that the inhibition of ribosomal transcription upon accumulation of salts of glutamate or acetate في الجسم الحي can be explained in significant part by direct inhibition by salts at the salt-sensitive promoters.

Inspection of the salt inhibition data shows that although glutamate and chloride anions are both inhibitory, transcription is higher with glutamate, consistent with the known ability of general transcription to be increased when glutamate is substituted for chloride (compare fraction of transcription remaining at 300 mM) ( Leirmo وآخرون, 1987 ). Apparently, the built-in salt sensitivity of the rrn promoters is sufficiently severe so as to direct strong inhibition when potassium glutamate accumulates, allowing physiologically appropriate inhibition of ribosomal transcription upon hyperosmotic shock.

The nature of the sensitivity to potassium glutamate is not known. When potassium glutamate accumulates upon osmotic shock, it induces certain sigma38 promoters and at osmY this is proposed to occur by triggering escape of RNA polymerase already bound and poised at that promoter ( Lee and Gralla, 2004 ). To test whether potassium glutamate is blocking binding or escape of RNA polymerase at the rrnb promoter DNase footprints were carried out, as described previously at the same promoter without potassium glutamate ( Ohlsen and Gralla, 1992 ). The data compare promoter occupancy at 50 mM potassium glutamate where transcription is high to 300 mM where transcription is low. At 50 mM potassium glutamate, where transcription is high (Figure 5A), a clear open complex footprint is observed (Figure 6A, lanes 1 versus 2). At 300 mM potassium glutamate, where transcription is very low, a footprint is either absent or barely detectable (Figure 6B, lanes 5 versus 6). These footprints were carried out on supercoiled DNA, using primer extension methods ( Gralla, 1985 ), to allow direct comparisons with the transcription experiments. Because supercoiling appears to change upon osmotic shock ( Higgins وآخرون, 1988 Hsieh وآخرون, 1991 ) and because ribosomal promoters are sensitive to changes in supercoiling ( Ohlsen and Gralla, 1992 ), the footprints were repeated on linearized DNA. The data show again that high potassium glutamate concentrations eliminate RNA polymerase binding (similar signals in lanes 7 and 8 compared to the footprint seen by comparing lanes 3 and 4). We infer that the high concentrations of potassium glutamate that accumulate upon osmotic shock would be expected to block the binding of RNA polymerase to the ribosomal promoters.

The kinetic data (above) show that ribosomal transcription eventually recovers as cell growth resumes. Renewed growth requires the accumulation of neutral osmoprotectants, most likely glycine betaine in rich media and trehalose in minimal media ( Kempf and Bremer, 1998 ). Figure 7A and B shows that high concentrations of these components do not inhibit rrnb transcription. These experiments were conducted over the same range of concentrations over which salts were strongly inhibitory (Figure 5). We suggest that the accumulation of these neutral osmoprotectants contributes to the restoration of ribosomal transcription needed for resumption of growth (Figures 1 and 2).


How Do Guard Cells Regulate the Opening and Closing of the Stomata?

A plant's guard cells regulate the opening and closing of the epidermal stomata by expanding or contracting in response to environmental signals. When a pair of guard cells surrounding a stoma receives the signal that the stomatal pore needs to open, the guard cell pair fill with water, changing the cell's shape and opening the pore. An inverse process occurs when the guard cells receive a signal to close the stoma, initiating a loss of water and causing them to shrink and close the pore.

The change in turgor, or hydrostatic pressure, within a guard cell pair is the result of the osmotic water flow across the cell walls. The water potential inside the cell pair changes as a result of the related movements of ions and sugar solutes, and when that potential decreases, it lets the cells absorb water, expand and open the stoma.

Although sugar solutes within the guard cells play a role in the expansion and contraction processes, the primary mediators are chlorine and potassium ions. The accumulation of potassium ions within a guard cell, triggered by an environmental signal such as sunlight, causes the osmotic pressure to decrease and attracts water into the cell. The triggered increase of chlorine ions and an additional anion called malate within the cell contribute to the opposite effect, causing water to exit and the guard cell pair to contract and close the stomatal pore.


There is a trade-off between photosynthesis and transpiration in leaves because (a) numerous stomatal pores provide both gas exchange for photosynthesis and openings through which water vapor escapes (b) a waxy layer, the cuticle, reduces water loss (c) blue light triggers an influx of potassium ions (K + ) into the guard cells (d) leaves of deciduous plants abscise as winter approaches in temperate climates (e) stomata are closed at night, although water continues to move into the roots by osmosis

There is a trade-off between photosynthesis and transpiration in leaves because (a) numerous stomatal pores provide both gas exchange for photosynthesis and openings through which water vapor escapes (b) a waxy layer, the cuticle, reduces water loss (c) blue light triggers an influx of potassium ions (K + ) into the guard cells (d) leaves of deciduous plants abscise as winter approaches in temperate climates (e) stomata are closed at night, although water continues to move into the roots by osmosis


شاهد الفيديو: لو عندك رسيفر قديم يوجد بداخلة قطعة لا تقدر بثمن تعرف عليها (شهر نوفمبر 2021).